Los restos de insectos se datan utilizando el exoesqueleto hecho de quitina, una sustancia fibrosa formada por polisacáridos. Históricamente, los exoesqueletos han sido difíciles de datar debido a su pequeño tamaño y peso. Sin embargo, con los recientes avances en la tecnología de Espectrometría de Masas con Acelerador (AMS), se requieren cantidades muy pequeñas de quitina para una datación por radiocarbono precisa, por ejemplo, 3-4 cápsulas cefálicas o 5-6 segmentos de ala intactos (Elias, 2010).
La datación y el análisis de carbono 14 en insectos han despertado interés en estudios arqueológicos y paleoambientales. Por ejemplo, el Museo de Manchester ha realizado un amplio trabajo sobre insectos y momias. Los investigadores han encontrado insectos resultantes de la descomposición de los cuerpos momificados (por ejemplo, Anthrenus museorum L.), así como insectos que se integraron en la momia durante el proceso de envoltura (por ejemplo, Chrysomya albiceps) (David, 1979), cuya datación se ha confirmado recientemente mediante la tecnología AMS (Panagiotakopulu et al. 2014). Sin embargo, estos estudios han descubierto que los productos químicos utilizados en los procesos de momificación (por ejemplo, bitumen) pueden tener un efecto sobre la fiabilidad de las fechas analizadas en la quitina de los insectos. Para verificar las fechas obtenidas de los insectos, se puede realizar una datación paralela de la materia vegetal contemporánea (Panagiotakopulu et al. 2014).
El material de quitina del exoesqueleto de los insectos es un mineral ideal para el análisis isotópico posterior dada su resistencia a la solubilidad y a la descomposición. Cuando las condiciones lo permiten, los átomos de nitrógeno, carbono y estroncio permanecen estables dentro de la estructura de la quitina durante millones de años, lo que permite reconstruir entornos pasados (Elias, 2010). Los insectos incorporan estos isótopos a su estructura a través de su dieta y de la ingesta de agua, lo que permite reconstruir la variabilidad de estos isótopos a lo largo del tiempo y espacio.
Por ejemplo, también se ha analizado el estroncio (87Sr/86Sr) presente en la quitina de las alas de la mariposa monarca para estudiar los patrones migratorios correlacionando la química de las alas con los suelos y la vegetación locales (Flockhart et al. 2015). Al igual que en otros organismos, los isótopos de nitrógeno y carbono también pueden utilizarse para reconstruir la dieta y el nivel trófico. Por ejemplo, Schimmelmann (2010) demostró que los valores de δ15N en la quitina de los insectos son más positivos al aumentar los niveles tróficos. Otros temas de estudio son la preferencia alimentaria (Adams et al. 2016), el nicho dietético (Santi-Júnior et al. 2018), el origen natal (Flockhart et al. 2017) y la transmisión de enfermedades (Schmidt et al. 2011).
Aunque se han confirmado diferentes relaciones entre la variabilidad ambiental y los isótopos estables en la quitina de los insectos, estas correlaciones pueden complicarse por los cambios en la incorporación en diferentes etapas de la vida y entre diferentes especies (Gratton & Forbes, 2006).
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Referencias:
Adams, M.O., Seifert, C.L., Lehner, L., Truxa, C., Wanek, W. & Fiedler, K. (2016) Stable isotope signatures reflect dietary diversity in European forest moths. Frontiers in Zoology, 13, 37.
David, A.R. Manchester Museum, (1979). Manchester museum mummy project: multidisciplinary research on ancient Egyptian mummified remains. Manchester University Press.
Elias, S.A., (2010). 14 Beetle Chitin Isotope Studies. Developments in Quaternary Sciences, 12, pp.219-222.
Flockhart, D.T., Brower, L.P., Ramirez, M.I., Hobson, K.A., Wassenaar, L.I., Altizer, S. et al. (2017) Regional climate on the breeding grounds predicts variation in the natal origin of monarch butterflies overwintering in Mexico over 38 years. Global Change Biology, 23, 2565–2576.
Flockhart, D.T., Kyser, T.K., Chipley, D., Miller, N.G. and Norris, D.R., (2015). Experimental evidence shows no fractionation of strontium isotopes (87Sr/86Sr) among soil, plants, and herbivores: implications for tracking wildlife and forensic science. Isotopes in environmental and health studies, 51(3), pp.372-381.
Gratton, C. & Forbes, A.E. (2006) Changes in δ13C stable isotopes in multiple tissues of insect predators fed isotopically distinct prey. Oecologia, 147, 615–624.
Panagiotakopulu, E., Higham, T.F., Buckland, P.C., Tripp, J.A. and Hedges, R.E., (2015). AMS dating of insect chitin–A discussion of new dates, problems and potential. Quaternary Geochronology, 27, pp.22-32.
Santi-Júnior, A.D., Botteon, V.W., Mastrangelo, T. & Moreira, M.Z. (2018) Trophic ecology of citrus pests based on stable isotope analysis. Scientia Agricola, 75, 504–508.
Schimmelmann, A., (2011). Carbon, nitrogen and oxygen stable isotope ratios in chitin. In Chitin (pp. 81-103). Springer, Dordrech
Schmidt, O., Dautel, H., Newton, J. & Gray, J.S. (2011) Natural isotope signatures of host blood are replicated in moulted ticks. Ticks and tick-borne diseases, 2, 225–227.
Tripp, J.A., Higham, T.F.G. and Hedges, R.E.M., (2004). A pretreatment procedure for the AMS radiocarbon dating of sub-fossil insect remains. Radiocarbon, 46(1), pp.147-154.
Crédito de las fotografías: Karthik Easvur (CC BY-SA 3.0) y USGS (Public Domain) via Wikimedia Commons
La versión en inglés de este artículo fue publicada el 29 de enero de 2022
